Picudo del algodonero - Anthonomus grandis
Adulto sobre mota de algodonero (Alton N. Sparks, Jr., University of Georgia, Bugwood.org)

Descripción morfológica

Huevo. Una hembra de Anthonomus grandis deposita de 100 a 300 huevecillos, los huevos recién depositados son de color blanco lechoso, posteriormente se tornan café; de forma ligeramente ovalados de aproximadamente 0.85 mm en longitud (Alonso, 1983). Estos son depositados en forma individual en cuadros y cuando estos escasean en bellotas pequeñas, donde pueden depositar varios.

Larva. El cuerpo es rugoso, curveado y de color blanco, la cápsula cefálica y las partes bucales son de color café. Las larvas carecen de patas y pasa por cuatro estadios (Vázquez, 1998).

Pupa. Recién formada es de color blanco, posteriormente, se torna de color marrón. Su tamaño varia de 0.95 a 1.27 mm de longitud (Alonso, 1983; Pacheco, 1985; Martínez et al., 2002).

Adulto. El adulto mide de 10 a 12.7 mm de longitud, es de color café rojizo, el cual cambia con la edad a un color pardo obscuro. Sus alas anteriores o élitros son duras con líneas paralelas que cubren completamente el abdomen, el segundo par de alas son grisáceas y se encuentran plegadas bajo el primer par. Posee un pico delgado y curvo que mide de 3 mm a 9 mm de longitud (Pacheco, 1985).

Como carácter taxonómico distinguible, en el fémur de las patas anteriores tiene dos dientes o espuelas, el interior es más largo que el exterior; en las patas medias sólo tiene un diente (Pacheco, 1985).

Biología

Los huevos del picudo del algodonero incuban en un tiempo promedio de tres a cuatro días, la larva para completar sus cuatro estadios larvales necesita de seis a ocho días, la pupa cumple su desarrollo de seis a siete días y los adultos logran vivir un promedio de 30 días (Sifuentes, 1978; Vázquez, 1998; Alonso, 1983; Pacheco, 1985; Martínez et al., 2002).

Epidemiología. El picudo del algodonero adulto pasa el invierno en hibernación o “diapausa” sin alimentarse, y regresa al algodón a principios de la primavera del año siguiente. La hibernación por lo general ocurre cerca o sobre residuos de la cosecha, así como también, en bordes de las áreas protegidas presentes en la periferia de los campos de algodón (Garza y Terán-Vargas 2001).

La temperatura óptima para el desarrollo de los estados inmaduros de A. grandis fluctúa en el rango de 15°C a 35° C. A una temperaturade 15 °C el desarrollo de la fase inmadura requiere 281.8 grados día; el huevo, larva y pupa, necesitan 49.6, 189.0 y 43.2 grados días respectivamente. Al incrementar la temperatura el ciclo biológico se acorta; de tal manera que a 25°C se requieren 207.3 grados día para completar esta fase, el huevo requiere 29.6, la larva 141.7 y la pupa 36.0 grados día respectivamente, (Greenberg et al., 2005)

Daños. Los adultos, hembras y machos, perforan botones florales (Cuadros) y bellotas para alimentarse; la hembra después del periodo de preoviposición realiza una perforación con las mandíbulas y coloca sus huevos dentro de botones florales de 7 mm de diámetro, o cuando éstos escasean deposita sus huevos en bellotas recién formadas, posteriormente tapa el orificio con una sustancia pegajosa de color blanco lechoso, secretada por las glándulas accesorias (Norato, 2005; Alonso, 1983; Pacheco, 1985). No obstante, el daño económico lo efectúa el estadio larvario al alimentarse de las anteras, polen o fibra de las semillas en formación (Martínez et al., 2002; Ávila y Terán, 1993). Los cuadros dañados y bellotas pequeñas se caen; las bellotas grandes permanecen en la planta, pero son de mala calidad.

Mecanismos de dispersión. En zonas áridas los adultos pueden dispersarse grandes distancias (72 km), así como también, por el comercio internacional principalmente de semillas y productos derivados del algodón, otros factores de dispersión son los humanos, los vehículos y el trasporte de equipo usado para la cosecha del cultivo de algodón.

Hospederos

El principal hospedero de A. grandis es el algodón, incluyendo Gossypium barbadense (Pima algodón), G. hirsutum (Algodón), también se reportan géneros silvestres.

Distribución

Distribución de hospederos en México. El picudo del algodonero A. grandis es originario de Mesoamérica. El primer espécimen se recolectó por primera vez en el estado de Veracruz, México (Reyes-Rosas et al., 2007). Actualmente, se conoce que A. grandis se encuentra en todo el país, debido a la gran cantidad de hospederos distribuidos en varios estados de la República Mexicana. En el Sur de Tamaulipas, el picudo del algodón se encuentra todo el año, debido a la ausencia de un invierno definido (Garza y Terán-Vargas 2001).

Distribución mundial. A. grandis es una plaga que presenta una amplia distribución en el continente Americano, debido al comercio del cultivo del algodón y a la gran cantidad de plantas hospederas silvestres que utiliza para su desarrollo (Allan et al., 2009; Cross et al., 1975; Burke et al., 1986).

Importancia de la plaga

Con base en la importancia de producción agrícola de algodón hueso (G. hirsutum) en México. La superficie promedio por año que estaría en riesgo asciende a 96,202.69 hectáreas, aproximadamente, que produce 340,874.31 millones de toneladas, con un valor de producción de 1’899,319.92 millones de pesos.

Estatus cuarentenaria de la plaga en México. Con base en las determinaciones establecidas, se categoriza como plaga nativa y ampliamente distribuida en México (Jones et al., 1989; Pacheco-Covarrubias, 1992; EPPO, 2006).

Importancia económica de la plaga. A. grandis causa graves pérdidas en su principal hospedero, el cultivo del algodón, éstas se dan a partir de que se producen los primeros cuadros susceptibles, 36 días después de la siembra, en esta etapa, el picudo daña un cuadro por 26.7 producidos (3.7%) en 1 m2, y después de 70 días el daño se incrementa a un cuadro por 4.7 producidos/m2. Esto significa que de mediados a finales de la temporada el daño se incrementa en un 21.3%. (Garza y Terán-Vargas, 2001).

Estrategias de vigilancia epidemiológica

Trampas. Se deben utilizar trampas, con la finalidad de cuantificar las poblaciones, determinar los lugares de invernación, detectar las primeras invasiones al cultivo y, con base a la captura, realizar medidas de control. Con fines de monitoreo colocar una trampa cada 20 hectáreas, en las orillas de los predios, canales, caminos y áreas no cultivadas; para un trampeo masivo se sugiere usar una trampa cada 2 hectáreas de cultivo (SAGARPA 1997). Es importante mencionar que el trampeo mediante el uso de la feromona de agregación deberá efectuarse antes del inicio de la producción de los botones florales (cuadros), o bien al final del ciclo con la finalidad de reducir la población para el siguiente ciclo agrícola. La eficiencia de la feromona disminuye considerablemente cuando hay producción de botones florales.

Muestreo. Una vez establecido el cultivo, el daño de A. grandis ocurre en botones florales o en bellotas al inicio de la temporada de cultivo.Por lo tanto, para detectar el daño por oviposición o alimentación, se deberá examinar semanalmente al azar un mínimo de 100 botones florales de 1.0 a 1.5 cm de longitud-del tercio superior de las plantas, así como también 100 bellotas de un tercio de desarrollo (tomadas de cinco sitios representativos del campo). Además, cuantificar el número de adultos presentes en 100 flores elegidas al azar (Garza y Terán-Vargas, 2001).El muestreo debe iniciarse por las orillas de los predios, sobre todo cerca de los drenes, carreteras o áreas arboladas.

Estrategias de control

Control cultural. De acuerdo a la norma NOM-O26-FITO-1995 (SAGARPA, 1997) los productores de algodón están obligados a cumplir las fechas de siembra, defoliación y/o desecación, cosecha, desvare y barbecho, que la Delegación Estatal o Regional de la SAGARPA establezca a través del paquete tecnológico y programa fitosanitario para el cultivo del algodonero en cada Distrito de Desarrollo Rural.

Desvare y barbecho. Estas actividades se deben de realizar después de cosechar el cultivo, con el fin de eliminar el reservorio y exponer a las plagas a diversos agentes bióticos y climáticos adversos (Garza y Terán-Vargas, 2001). La primer actividad consistirá en el desvare y en un periodo máximo de 15 días se deberá realizar el barbecho.

Defoliación. La defoliación al final de cultivo es una práctica agronómica, realizada con el objetivo de favorecer la cosecha mecánica, acortar el ciclo de cultivo, reducir el número de aplicaciones de insecticidas. Así como también, para eliminar la fuente de alimentación del picudo del algodonero, evitando con esto la posibilidad de una generación extra de la plaga (Vázquez, 1998).

Trampeo. El picudo del algodonero produce una feromona de agregación compuesta por dos alcoholes y dos aldehídos (Tumlinson et al., 1969). Ésta misma se utiliza para el trampeo del mismo en campo a partir de que la planta tenga entre cuatro y cinco hojas verdaderas. Para ello, se establecerán en la periferia de los predios trampas tipo scout o tipo estaca (de aproximadamente 1.5 a 2.0 metros de altura), las cuales contendrán un liberador de la feromona,las estacas además deben ser impregnadas con pegamento o goma (SAGARPA, 1997). Las trampas serán revisadas semanalmente hasta la cosecha. La captura de uno a dos picudos/trampa o el 5% de daño por oviposturas y/o alimentación en botones florales serán los parámetros para decidir la aplicación del control químico.

Control biológico. En condiciones de campo se ha observado que Catolaccus grandis y C. hunteri Crawford, presentan un parasitismo de 39.8% y 42.0%, respectivamente; en larvas de tercer instar de A. grandis (Cortez-Mondaca et al., 2004; Reyes-Rosas et al., 2007). Así como también, se ha observado que el ectoparásitoide Bracon vulgaris (Hymenoptera: Braconidae) ejerce parasitismo en la población de A. grandis (Ramalho et al., 2009). No obstante, C. grandis destaca entre los parasitoides, por su especificidad sobre la plaga y por sus características intrínsecas que lo hacen un promisorio agente de control, mediante la cría masiva y liberación en campo (Morales y King 1995; Ramalho et al., 2000). La liberación de C. grandis se debe llevar a cabo durante la etapa de fructificación del cultivo, al detectar las primeras infestaciones; para la cual se deben liberar 1,200 hembras/semana/hectárea (Vargas-Camplis et al., 2000; Garza y Terán-Vargas 2001).

Control legal. Es una plaga regulada en la NOM-026-FITO-1995, “por la que se establece el control de plagas del algodonero” y tiene por objeto establecer las regulaciones de carácter obligatorio que se deben cumplir para prevenir la dispersión y control del gusano rosado (Pectinophora gosypiella Sauders), picudo (Anthonomus grandis Boheman) y el complejo gusano bellotero (Heliothis zea Bodie y H. virescens Fabricius) que afectan al cultivo del algodonero; así como las medidas fitosanitarias para evitar la dispersión de estas plagas a zonas libres o de baja prevalencia.

Control químico. Esta actividad consistirá en realizar aplicaciones exclusivamente de los insecticidas autorizados por la COFEPRIS (Comisión Federal para la Protección contra Riesgos Sanitarios) de manera racional, para reducir los niveles de infestación de la plaga. Las aplicaciones deberán efectuarse cuando se tengan de uno a dos picudos/trampa o el 5% de daño por oviposturas y/o alimentación en cuadros o bellotas, o bien cuando se encuentren cinco o más adultos en 100 flores (SAGARPA, 1997, Garza y Terán-Vargas 2001).

Taxonomía

Reino: Animalia
Phylum: Arthropoda
Clase: Hexapoda (insecta)
Orden: Coleoptera
Familia: Curculionidae
Género: Anthonomus
Especie: A. grandis
Subespecie: A. grandis grandis

Literatura citada

Showler, Allan T. 2009. Roles of Host Plants in Boll Weevil Range Expansion beyond Tropical Mesoamerica. American Entomologist. Volume 55, Number 4: 234-242.

Alonso, E. J. 1983. Manual fitosanitario de los principales cultivos de la región lagunera. Ed. Unidad de capacitación y divulgación. SARH. Lerdo Dgo. P. 11-13.

Ávila, V. J., Terán, V. A. P. 1993. Las plagas de los cultivos agrícolas del sur de Tamaulipas. INIFAP-CIRNE. Campo Experimental Sur de Tamaulipas. Folleto Técnico Núm. 8. Tampico Tamaulipas, México. 57 p.

Burke H.R., Clark W.E., Cate J.R., Fryxell P.A. 1986. Origin and dispersal of the boll weevil. Bulletin of the Entomological Society of America, 32(4):228-238

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Tumlinson, J. H., D. D. Hardee, R. C. Gueldner, A. C. Thompson y P. A. Heldin. 1969. Sex pheromones produced by male boll weevil: Isolation, identification and synthesis, Science. Vol.166. No. 3908: 1010-1012.

Vargas-Camplis, J.; E. Cortez, M., L.A. Rodríguez del Bosque, R.J. Coleman. 2000. Impact of Catolaccus grandis Burks (Hymenoptera: Pteromalidae) field release on cotton boll weevil in the Huasteca region of Mexico. Proceedings Beltwide Cotton Conferences, San Antonio, USA, 4-8 January, 2000: Volume 2. 1195-1197

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1 Comment

  1. Yenis Farley Diaz Muentes dice:

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